Образец для цитирования:
Новые подходы к получению репродуктивного материала амфибий для его использования в искусственном оплодотворении
В данной работе описаны новые способы получения жизнеспособных овулированных ооцитов и тестикулярной спермы из тушек самок и самцов травяной лягушки Rana temporaria, хранившихся при +4°С в течение 1 – 9 суток. Кроме того, приведен новый подход к отсроченному получению (от 1 до 30 суток) овулированных ооцитов от живых самок лягушки этого вида. Показано, что даже после 6 суток хранения при температуре +4°С в тушках самцов часть тестикулярных сперматозоидов сохраняют подвижность (21.0±5%) и оплодотворяющую способность (13.2±1.9%). Овулированные ооциты, хранившиеся в тушках самок при +4°С в течение восьми дней, сохраняют способность к оплодотворению (39.2±4.2%) и последующему развитию до выклева (16.0±6.2%). Наши результаты свидетельствуют также о возможности отсроченного до 30 дней прижизненного получения ооцитов, спо-собных к оплодотворению (46.4±3.0%) и дальнейшему развитию до выклева (49.2±7.7%). Результаты данной статьи являются очередным этапом в развитии современных репродуктивных технологий.
Дабагян Н. М., Слепцова Л. А. 1975. Травяная лягушка Rana temporaria L. // Объекты биологии развития / ред. Е. А. Астауров, Т. А. Детлаф. М. : Наука. С. 422 – 462.
Каурова С. А., Чекурова Н. Р., Мельникова Е. А., Утешев В. К., Гахова Э. Н. 1996. Сохранение оплодотворяющей способности спермы травяной лягушки Rana temporaria после криоконсервации // Консервация генетических ресурсов : материалы рабочего совещания. Пущино : Ин-т биофизики клетки РАН. С. 106 – 107.
Каурова C. А., Утешев В. К., Гахова Э. Н. 2008. Криоконсервация тестикулярных сперматозоидов серой жабы Bufo bufo // Биофизика живой клетки. Консервация генетических ресурсов. Т. 9. С. 62.
Ananjeva N. B., Uteshev V. K., Orlov N. L., Rya-bov S. A., Gakhova E. N., Kaurova S. A., Kramarova L. I., Shishova N. V., Browne R. K. 2017. Comparison of the modern reproductive technologies for amphibians and reptiles // Russ. J. of Herpetology. Vol. 24, № 4. P. 1 – 16.
Blaustein A. R., Kiesecker J. M. 2002. Complexity in conservation : lessons from the global decline of amphibian populations // Ecology Letters. Vol. 5. P. 597 – 608.
Browne R. K., Clulow J., Mahony M., Clark A. 1998. Successful recovery of motility and fertility of cryopreserved cane toad (Bufo marinus) sperm // Cryobiology. Vol. 37, iss. 4. P. 339 – 345.
Browne R. K., Clulow J., Mahony M. 2001. Short-term storage of cane toad (Bufo marinus) gametes // Reproduction. Vol. 121, № 1. P. 167 – 173.
Browne R. K., Clulow J., Mahony M. 2002. The short-term storage and cryopreservation of spermatozoa from hylid and myobatrachid frogs // CryoLetters. Vol. 23, № 2. P. 129 – 136.
Clulow J., Clulow S. 2016. Cryopreservation and other assisted reproductive technologies for the conservation of threatened amphibians and reptiles : bringing the ARTs up to Speed // Reproduction, Fertility and Development. Vol. 28, № 8. P. 1116 – 1132.
Kouba A., Vance C., Calatayud N., Rowlison T., Langhorne C., Willard S. 2012. Assisted Reproduction Technologies (ART) for Amphibians // Amphibian Husbandry Resource Guide / eds. V. A. Poole, S. Grow. Maryland : Silver Spring. P. 60 – 118.
Kouba A. J., Vance C. K. 2013. Applied reproductive technologies and genetic resource banking for amphibian conservation // Reproduction, Fertility and Development. Vol. 21, № 6. P. 719 – 737.
Langhorne C. J., Calatayud N. E., Kouba A. J., Feugang J. M., Vance C. K., Willard S. T. 2013. Cryoconservation : Successful sperm cryopreservation and developmental outcomes using endangered North American amphibians // Cryobiology. Vol. 67, № 3. P. 405 – 409.
Mansour N., Lahnsteiner F., Patzner R. A. 2009. Optimization of the cryopreservation of African clawed frog (Xenopus laevis) sperm // Theriogenology. Vol. 72, iss. 9. P. 1221 – 1228.
Mansour N., Lahnsteiner F., Patzner R. A. 2010. Motility and cryopreservation of spermatozoa of European common frog, Rana temporaria // Theriogenology. Vol. 74, iss. 5. P. 724 – 732.
Mugnano J. A., Costanzo J. P., Beesley S. G., Lee R. E. 1998. Evaluation of glycerol and dimethyl sulfoxide for the cryopreservation of spermatozoa from the wood frog (Rana sylvatica) // CryoLetters. Vol. 19. P. 249 – 254.
Rugh R. 1934. Induced ovulation and artificial fertilization in the frog // The Biological Bulletin. Vol. 66. P. 22 – 29.
Rugh R. 1962. Experimental Embryology, Techniques and Procedures. Minneapolis : Burgess Publishing Company. 526 p.
Shishova N. R., Uteshev V. K., Sirota N. P., Kuznetsova E. A., Kaurova S. A., Browne R. K., Gakhova E. N. 2013. The quality and fertility of sperm collected from European common frog (Rana temporaria) carcasses refrigerated for up to 7 days // ZooBiology. Vol. 32, iss. 4. P. 400 – 406.
Stuart S. N., Chanson J. S., Cox N. A., Young B. E., Rodrigues A. S., Fischman D. L., Waller R. W. 2004. Status and trends of amphibian declines and extinctions worldwide // Science. Vol. 306. P. 1783 – 1786.
Uteshev V. K., Shishova N. V., Kaurova S. A., Manokhin A. A., Gakhova E. N. 2013. Collection and cryopreservation of hormonally induced sperm of pool frog (Pelophylax lessonae) // Russ. J. of Herpetology. Vol. 20, № 2. P. 105 – 109.
Uteshev V. K., Gakhova E. N., Kramarova L. I., Shishova N. V., Kaurova S. A., Browne R. 2018. Refrigerated storage of European common frog Rana temporaria oocytes // Cryobiology. Vol. 83. P. 56 – 59.
